Introduction

La viande de lapin fait partie intégrante de la cuisine traditionnelle des pays du bassin méditerranéen occidental. En 2020, un Français consommait en moyenne 445 g de viande de lapin soit 64 g de plus que la moyenne Européenne (ITAVI, 2021). L'élevage cunicole français représente aujourd'hui plus de 700 élevages professionnels conventionnels, faisant de la France un producteur majeur de viande de lapins (ITAVI, 2021). Toutefois, en France comme sur le continent européen, la consommation de lapins de chair diminue d'année en année et en moyenne ne représente que 0,5 % de la consommation totale de viande. Des défis d'ordre sanitaire viennent s'ajouter à ces enjeux de consommation. Comme pour les autres mammifères d'élevage monogastrique, la période du sevrage se révèle sensible et critique chez le lapin d'élevage, avec la survenue de troubles digestifs encore trop fréquente après la séparation avec la mère (veau, porcelet ; Montagne et al., 2003 ; lapereau ; Nielsen et al., 2020). Des efforts d'amélioration des conduites et performances sanitaires des élevages cunicoles ont ainsi été menés depuis plusieurs dizaines d'années et se poursuivent aujourd'hui dans une perspective de réduction de ces troubles et de l'usage des antibiotiques en découlant. L'avancée des connaissances de la physiologie digestive du lapin fournit des indications clés pour préserver la santé digestive du lapin d'élevage (Combes et al., 2018). Ainsi, le microbiote digestif constitué par les micro-organismes peuplant le tractus digestif ressort comme un acteur central capable de contribuer à la santé comme à la maladie. Les communautés bactériennes ont été plus particulièrement étudiées dans le tractus digestif, permettant de mettre en lumière le fait que ces communautés ne sont pas figées et évoluent sous l'influence de différents facteurs parmi lesquels l'alimentation joue un rôle prépondérant. Cette synthèse présentera d'abord un résumé de ces connaissances récentes qui invitent à considérer cet « infiniment petit » comme un outil de construction et de préservation de la santé. Ce constat pose alors de nouveaux questionnements : connaissant les capacités physiologiques du lapereau et son immaturité digestive, à quel âge est-il possible d'intervenir, et par quels leviers ? Nous tenterons ensuite d'apporter des éléments de réponse en présentant une méthode d'apport d'aliment solide s'inspirant d'un comportement naturel des jeunes lapereaux pour une orientation précoce de leur microbiote.

1. La délicate période du sevrage : vers une meilleure prise en compte du développement physiologique du lapereau

L'organisation actuelle des élevages français que nous connaissons est le résultat de profondes mutations initiées dans les années 1960. C'est par un processus de rationalisation et modernisation que des améliorations conséquentes ont été atteintes dans des domaines variés tels que les bâtiments, les équipements, la reproduction, l'alimentation ou encore l'organisation du travail (Fortun-Lamothe & Davoust, 2017). Les modifications de ces facteurs de production, combinées à une utilisation importante d'antimicrobiens (usage d'antibiotiques à titre métaphylactique¹), ont permis de réduire le risque sanitaire et de sécuriser la production à l'échelle des élevages cunicoles. Depuis 2011, l'interprofession cunicole française s'est engagée vers une démédication des élevages, avec les premiers résultats visibles concernant l'exposition aux antibiotiques des lapins d'élevage (– 45 % d'exposition aux antibiotiques par rapport à la biomasse totale entre 2011 et 2021 (Anses, 2022)). Malgré cette réduction, l'utilisation d'antimicrobiens reste fréquente en cuniculture conventionnelle (encadré 1 et figure 1), et le lapin demeure l'animal d'élevage le plus exposé aux antibiotiques devant le porc et la volaille (Anses, 2021). Ainsi l'indice IFTA (Index de Fréquence des Traitements par les Antibiotiques), qui représente le nombre de traitement reçus par animal et par jour sur une période de référence (Fortun-Lamothe et al., 2011), atteint en moyenne 0,47 point pour les animaux reproducteurs sur un cycle de reproduction et 0,21 point chez les animaux en croissance sur la durée de vie de l'animal (étude Cunimieux de 2020). La filière cunicole biologique, pour laquelle la prévention est la règle prioritaire, se distingue toutefois avec des traitements antibiotiques beaucoup moins fréquents. Les conséquences sanitaires de cette nouvelle approche devront être clarifiées dans les prochaines années en prenant en compte la diversité des systèmes de production ainsi que les référentiels techniques récemment construits.

L’élevage conventionnel de lapins s’effectue en bande, c’est-à-dire que les animaux sont conduits en lots de même stades physiologiques. Ce fonctionnement est facilité par le suivi d’un cycle de reproduction d’une durée de 42 jours (intervalle entre deux mises-bas), permis notamment par l’utilisation de l’insémination artificielle. Les lapines mettent bas en moyenne de 10,5 lapereaux vivants dans des nids, constitués de matériaux isolants pour les lapereaux. Les portées peuvent être mélangées par l’éleveur dans les premiers jours de vie pour obtenir des groupes de taille homogène, sans impact sur le comportement des lapines. Les lapereaux restent ensuite au sein de leur portée avec leur mère (mère biologique ou adoptive) et sortent progressivement de leur nid pour explorer leur environnement. Le sevrage correspond à la séparation physique de la mère et des jeunes et survient généralement à 35 jours d’âge. Lors du sevrage, des mélanges de portées peuvent avoir lieu bien que le maintien des groupes sociaux soit privilégié par les éleveurs. Les lapereaux sont vendus après une trentaine de jours d’engraissement. En cuniculture professionnelle, l’éleveur achète un aliment complet granulé avec une stratégie alimentaire adaptée aux besoins de l’animal. La majorité des élevages conventionnels français fonctionne selon un système d’élevage naisseur-engraisseur qualifié de « tout vide - tout plein » où seules les lapines sont déplacées vers un nouvel espace au moment du sevrage. Cette pratique vise à réduire le stress d’un changement d’environnement pour les lapereaux en début d’engraissement et favorise la mise en place de mesures de biosécurité comme la réalisation d’un vide sanitaire entre chaque bande. Le système d’élevage en cages à sol grillagé, sans accès à l’extérieur, est historiquement privilégié bien que de nouveaux dispositifs de logement des animaux se développent.

L'amélioration des performances sanitaires de la filière conventionnelle reste donc fragile, en lien avec la fréquente survenue de troubles digestifs chez les lapins en période post-sevrage (Licois & Marlier, 2008). Les troubles gastro-intestinaux (ou troubles digestifs) correspondent à une altération des fonctions du tractus digestif aboutissant à une perte d'appétit, une perte de poids, des fèces de consistance anormale ou l'observation d'une rigidité au niveau de l'abdomen. Ces troubles digestifs présentent des causes multiples et cumulatives. Si des agents pathogènes peuvent déclencher ces troubles, d'autres éléments (stress, alimentation…) constituent des facteurs de risque (Marlier et al., 2003 ; Nielsen et al., 2020). Parmi ces pathologies, on distingue notamment l'entéropathie épizootique du lapin (EEL), une maladie dont les symptômes sont bien décrits mais dont l'agent pathogène reste encore mal identifié (Marlier et al., 2003). Si l'usage d'antibiotiques à titre métaphylactique permettait une certaine prévention de ces pathologies digestive péri-sevrage, la politique de réduction d'usage des antimicrobiens conduit à une augmentation de la proportion de ces troubles digestifs non spécifiques (Cadudal, 2018). Les performances de croissance et d'efficacité alimentaire des lapins sont affectées par ces troubles gastro-intestinaux (Gidenne, 2015) et entre 5 et 15 % de mortalité sont attribués à ces perturbations digestives (Nielsen et al., 2020). Il apparaît donc fondamental de mieux comprendre comment prévenir l'apparition de ces troubles digestifs pour construire des stratégies de lutte pertinentes.

Figure 1. Représentation schématique d’un cycle de production en élevage cunicole conventionnel. L’organisation de l’élevage est fondée sur un séquencement précis en maternité avec un cycle de production échelonné sur 42 jours (Paës, 2023).

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1.2. Contexte physiologique des troubles entourant le sevrage : un appareil digestif encore en construction

Après la naissance, la croissance (taille et poids) des organes digestifs du lapin suit un gradient cranio-caudal (Carabaño et al., 2010). Le cæcum, segment du gros intestin abritant la population bactérienne la plus riche et la plus dense de l'appareil digestif du lapin (figure 2), présente ainsi un développement tardif en comparaison des autres segments digestifs et sa croissance ne s'accélère notablement qu'après le démarrage de l'ingestion d'aliment solide (figure 3 ; Beaumont et al., 2022). Avant le sevrage, la muqueuse intestinale est morphologiquement et fonctionnellement en construction. Cela se traduit par des villosités fines en début de vie, qui s'allongent et s'aplatissent avec l'apparition de nutriments issus des aliments solides (Yu & Chiou, 1997). Les structures et fonctionnalités de l'estomac, du pancréas et de l'intestin se développent autour du sevrage avec des capacités enzymatiques de digestion qui augmentent sur cette période. Les activités des sucrases et maltases de la muqueuse du duodénum et du jéjunum s'élèvent fortement jusqu'à 28 jours d'âge pour atteindre celles de lapins sevrés (Gallois et al., 2008a). Toutefois, les activités amylasiques de la glande pancréatique demeurent à des niveaux faibles avant sevrage (Gutiérrez et al., 2002). Chez le lapin, cette première digestion par les enzymes de l'hôte au niveau du tractus digestif supérieur est suivie d'une digestion microbienne dans le tractus inférieur, en particulier dans le segment cæcum-côlon proximal (Combes et al., 2011). L'activité fermentaire cæcale augmente à partir de 7 jours d'âge parallèlement à l'introduction d'aliment solide avec une hausse marquée de la production d'acides gras volatils dans les jours précédant le sevrage (Read et al., 2019).

Figure 2. Tractus digestif du lapin adulte. Adapté et traduit de Clark et al., 2018 – OpenStax, publié sous licence CC-BY.

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Une synthèse de l'ensemble des remaniements digestifs (croissance des organes, évolutions des activités enzymatiques et fermentaires) survenant lors de la transition alimentaire conduisant au sevrage est présentée en figure 3. Les conséquences de ces bouleversements digestifs ont ensuite été évalués par des analyses de digestibilité de l'aliment chez les lapereaux élevés en groupe. La digestibilité de l'aliment est réduite au moment où l'ingéré solide des lapereaux devient prédominant (entre 25 et 27 jours d'âge ; Paës et al., 2021a). Nous faisons alors l'hypothèse que, lors de transitions alimentaires, ce tractus digestif en construction pourrait être submergé transitoirement par l'afflux important d'aliment non digéré, expliquant les troubles digestifs rencontrés autour du sevrage.

Figure 3. Représentation schématique de l'évolution des capacités digestives du lapereau allaité (d'après Orengo & Gidenne 2007 ; Gallois et al., 2008a ; Gallois et al., 2008b ; Carabaño et al., 2010 ; Read et al., 2019 ; Paës, 2020a).

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La flèche rouge du premier graphe représente la transition alimentaire amorcée avant le sevrage, à 35 jours d’âge. Sur le troisième graphe, les flèches en pointillés ou avec des tirets correspondent respectivement à des activités enzymatiques très faibles ou avec des niveaux intermédiaires. Les flèches en trait plein correspondent à des activités enzymatiques élevées. En violet sont indiquées les enzymes du suc stomacal, en bleu clair, les enzymes produites par le pancréas, et en bleu foncé les enzymes produites au niveau de l’épithélium intestinal.

2. Le microbiote intestinal comme allié pour construire et préserver la santé digestive du lapereau

Désormais considérés comme des holobiontes, les animaux voient leur phénotype sous la double dépendance de leur génome et de celui de l’ensemble des microorganismes qu’ils hébergent (Rosenberg & Zilber-Rosenberg, 2018). Ces différents microorganismes contribuent à la santé ou à la maladie selon qu’ils soient commensaux, symbiotiques ou pathogènes (encadré 2). Chez le lapin, l’appareil digestif, et plus particulièrement le cæcum et le côlon proximal, abritent un microbiote particulièrement riche. Nous présenterons comment le microbiote contribue aux défenses du lapin à la fois par son effet direct contre les bactéries pathogènes, et par la promotion de la barrière intestinale (physique, chimique et immunologique), appelé effet barrière.

2.1. Importance de l’équilibre microbien pour une homéostasie digestive

a. Un microbiote intestinal préservé pour le maintien de la santé

Différents mécanismes permettent aux communautés microbiennes de protéger l’intestin de la colonisation de pathogènes et du passage de toxines dans le milieu intérieur. En créant un milieu défavorable aux micro-organismes non implantés, le microbiote installé assure une partie de cette protection. Ainsi, les bactéries commensales déjà implantées limitent l’accès aux nutriments et aux sites d’attachement des bactéries opportunistes, bactéries potentiellement pathogènes chez les sujets aux défenses immunitaires altérées (Abt & Pamer, 2014). Cette barrière est également de nature biochimique par la sécrétion de métabolites, des produits bactériens de faible masse moléculaire, disposant de propriétés antimicrobiennes tels que certains peroxydes, acides gras volatils ou peptides (McKenney & Kendall, 2016).

La protection de l'intestin par le microbiote commensal passe également par un dialogue entre les microorganismes et l'épithélium digestif. Ce dialogue est en partie orchestré par les métabolites d'origine bactérienne qui peuvent contribuer au renforcement de la cohésion des entérocytes. Il a notamment pu être démontré que le butyrate produit par les bactéries après introduction de l'alimentation solide joue un rôle clé dans le développement de la barrière épithéliale in vitro (Beaumont et al., 2020). Les acides gras volatils jouent également un rôle nutritif fondamental pour les entérocytes, qui métabolisent la grande majorité du butyrate produit par le microbiote. D'autres composantes de l'immunité innée sont stimulées par la présence de bactéries. La reconnaissance de motifs bactériens (PAMP pour Pathogen Associated Molecular Pattern) par des récepteurs de l'épithélium (PRR : Pattern Recognition Receptor) favorise la sécrétion de cytokines (molécules pilotant l'inflammation), l'autophagie, la formation de vésicules intra-cellulaires, les mécanismes de réparation et peut également induire la production de peptides antimicrobiens ou encore de mucus par l'épithélium (Thaiss et al., 2016). Le développement même du tissu lymphoïde associé aux muqueuses digestives et la construction d'un répertoire d'anticorps sont également sous la dépendance du microbiote intestinal (Lanning et al., 2000). Cette régulation de l'immunité adaptative et innée de l'hôte par le microbiote s'inscrit dans un dialogue bidirectionnel, le microbiote étant lui-même modulé par les cellules épithéliales (Bouskra et al., 2008) et par les immunoglobulines de l'hôte (Mantis et al., 2011).

Finalement, le bon fonctionnement de l’intestin résulte d’un équilibre délicat entre ses fonctions d’absorption des éléments nutritifs présents dans la lumière et son obligation de protection de l’organisme vis-à-vis de certaines molécules et bactéries. La symbiose muqueuse digestive-microbiote permet d’assurer cet équilibre via la mise en œuvre de mécanismes résumés en figure 5.

Figure 5. Représentation schématique des rôles du microbiote intestinal dans la préservation de la santé digestive.

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Sont illustrés les différents rôles du microbiote dans la préservation de la santé par la production de métabolites (1), une action dirigée contre les pathogènes (2), une capacité à renforcer les lignes de défense de l’épithélium (3) et à stimuler la réponse immunitaire de la muqueuse digestive (4). Différents types cellulaires de la muqueuse digestive (lymphocytes, cellules de Paneth…) sont impliqués dans ce dialogue.

Les bactéries commensales bénéfiques sont représentées en vert et bleu, tout comme leurs métabolites (ronds) (utilisation du service Servier Medical Art https://smart.servier.com/ pour les représentations schématiques).

b. Le « double jeu » du microbiote intestinal : implication dans la survenue de maladies

Si les bactéries commensales mettent en œuvre une machinerie positive à destination de l'hôte, les bactéries pathogènes sont capables, dans certains contextes, de contourner ces dispositifs. L'exploitation de métabolites bactériens ubiquitaires et non-compétitifs (métabolisables par de nombreuses bactéries) comme certains sucres fait par exemple partie de ces déviations possibles (McKenney & Kendall, 2016) qui aboutissent à un changement des populations microbiennes résidantes et de leurs fonctionnalités, phénomène appelé dysbiose. Ces dysbioses sont communément observées chez le lapin dans le contexte de maladies digestives d'étiologie inconnue (Bäuerl et al., 2014 ; Jin et al., 2018).

Il a été montré chez les rongeurs que les défenses mises en œuvre par l'épithélium pour contenir la charge microbienne globale sont compromises lors d'épisodes de stress induits (augmentation de la perméabilité intestinale ou inflammation par exemple ; Söderholm et al., 2002 ; Silva et al., 2014). Les phénomènes de stress associés au sevrage seraient donc susceptibles de créer un terreau propice au développement de micro-organismes pathogènes. Les perturbations du microbiote digestif rendent à leur tour l'hôte plus susceptible aux infections d'espèces potentiellement pathogènes (Sekirov et Finlay, 2009).

2.2. Un microbiote digestif en évolution et partiellement modulable

a. Acquisition et évolution du microbiote digestif chez le lapin de chair

L'appareil digestif du lapereau est considéré comme stérile in utero et sa colonisation débute à la naissance par contact avec la mère et l'environnement proche (Combes et al., 2018). Cette transmission verticale du microbiote de la lapine vers ses nouveau-nés passe par une colonisation d'origine génitale (Kovács et al., 2006) et très probablement via d'autres vecteurs telle que la voie fécale (comme démontré chez l'homme, Ferretti et al., 2018). Avec le temps, le nombre de bactéries abritées par le tractus digestif augmente, passant de 10⁸ à 10¹¹ copies de gènes d'ARNr 16S par gramme de contenu cæcal entre la naissance et 21 jours d'âge. Cette densité bactérienne se stabilise par la suite au cours de la carrière productive des lapins (Combes et al., 2011). La diversité microbienne suit une même trajectoire, avec un microbiote cæcal peu diversifié à la naissance qui s'enrichit de façon significative jusqu'à 30-40 jours d'âge (Mattioli et al., 2019 ; Read et al., 2019).

Sur cette période d'évolution dynamique du microbiote du lapin, la colonisation bactérienne apparaît particulièrement impactée par l'ingestion de substrats solides. Cette ingestion prend plusieurs formes : tout d'abord via un comportement de coprophagie au nid (ingestion des fèces maternelles) qui stimule l'implantation des bactéries fibrolytiques Ruminococcaceae et favorise la réduction des Bacteroidaceae (Combes et al., 2014), bactéries spécialisées dans la consommation d'oligosaccharides du lait maternel. Par la suite, le passage d'un régime presque exclusivement lacté (18 jours d'âge) à un régime mixte à base d'aliment solide riche en polysaccharides végétaux (28 jours d'âge) modifie profondément la structure et la composition des écosystèmes bactériens cæcaux avec une augmentation notable du phylum Firmicutes, qui devient alors majoritaire (Read et al., 2019). Par ailleurs, nous avons récemment montré que le microbiote de lapereaux exclusivement allaités jusqu'à 25 jours suit une trajectoire qui lui est propre (abondances de certains taxons modifiées comparés à des lapereaux allaités de 18 jours ou de 25 jours recevant une alimentation solide sur cette période, Beaumont et al., 2022), probablement en réponse à la maturation des réponses immunitaires de l'hôte.

b. Pourquoi moduler le microbiote digestif au début de la vie ?

Le microbiote intestinal joue un rôle clé dans le développement, la stimulation et l'éducation du système immunitaire chez de nombreuses espèces animales comme le lapin (Mage et al., 2006 ; Thaiss et al., 2016). Au regard de la sensibilité de ce dernier au moment du sevrage, une orientation ciblée précoce de la colonisation microbienne apparait opportune pour un couple microbiote/hôte optimisé en début de vie. Qui plus est, les interventions qui visent à moduler le microbiote des mammifères apparaissent plus efficientes en période post-natale comparativement à des interventions réalisées chez la mère gestante et allaitante (Le Floc'h et al., 2022), avec de possibles bénéfices rémanents sur le long terme (Torow & Hornef, 2017). Ceci s'explique par une certaine permissivité du microbiote du nouveau-né (encadré 3), colonisé de façon aléatoire par les méta-communautés qui l'entourent dès la naissance (Curtis & Sloan, 2004 ; Combes et al., 2012). Cette permissivité se traduit par une faible diversité microbienne à l'échelle de l'individu et s'illustre au niveau des populations animales par une forte diversité phylogénétique inter-individuelle des microbiotes des nouveau-nés, visible chez de nombreuses espèces comme l'homme (Yatsunenko et al., 2012), le porc (Luo et al., 2022), le veau (Rey et al., 2014) et le lapin (Combes et al., 2011 ; Read et al., 2019) (figure 6). Au contraire, les adultes présentent une composition microbienne plus homogène, de moindre diversité phylogénétique (Mackie et al., 1999). Ainsi la période post-natale constitue une véritable fenêtre d'opportunité pour le pilotage du microbiote puisque durant cette période, l'introduction de nouvelles espèces bactériennes bénéfiques et/ou la stimulation de leur croissance, seraient facilitées.

La permissivité du microbiote s’entend par sa faculté à évoluer dans le temps en termes de composition et/ou de structure. Cette permissivité est d’autant plus importante que la richesse et diversité du microbiote sont faibles et que la pression de sélection exercée par l’hôte sur son microbiote est réduite (mécanismes d’immunité mucosale en cours d’acquisition chez les nouveau-nés par exemple). À l’échelle d’une population, la permissivité se traduit par une plus grande diversité phylogénétique entre les individus d’une même espèce.

Figure 6. Illustration du concept de permissivité du microbiote digestif par l'observation de distances phylogénétiques entre lapins de différents âges (adapté et traduit de Read et al. (2019) publié sous licence CC-BY).

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Ce graphique projette en deux dimensions une matrice de proximité où les distances entre les points correspondent le plus fidèlement possible aux distances phylogénétiques entre les microbiotes d’individus. Chez des animaux jeunes, les distances phylogénétiques entre individus sont élevées. On observe un gradient décroissant de ces distances avec l’âge (se traduisant par des ellipses de plus en plus petites), indiquant une moindre permissivité microbienne.

nMDS : MDS (multidimensional scaling) non-métrique

L : régime destiné aux lapereaux faiblement concentré en énergie et protéine

H : régime destiné aux lapereaux fortement concentré en énergie et protéine

R : aliment maternel

LL : aliment L de 18 à 49 jours d’âge

HH : aliment H de 18 à 49 jours d’âge

RL : aliment R de 18 à 28 jours d’âge puis aliment L de 28 à 49 jours d’âge

Compte tenu de ces données, le résumé suivant peut être formulé : i) le microbiote est un partenaire symbiotique essentiel à l’homéostasie intestinale du lapin ; ii) le début de la vie est une période de construction du microbiote intestinal, propice à une orientation ciblée de ce dernier ; iii) le sevrage est une période critique tant du point de vue de l’hôte (défenses incomplètes) que de son microbiote (risques de dysbiose). Ces éléments permettent de conclure qu’une orientation précoce du microbiote digestif, c’est-à-dire avant le sevrage, représente un outil potentiel de construction et de préservation de la santé.

3. Raisonner la transition alimentaire en amont du sevrage dans une perspective de pilotage du microbiote intestinal

4. Mise en œuvre d’une stratégie d’apport d’aliment précoce pour orienter le microbiote intestinal : premiers éléments d’application

4.1. Optimiser la présentation et la mise à disposition d’un aliment à destination des lapereaux avant 18 jours

a. Quantifier l’ingestion solide volontaire des lapereaux en période post-natale

Si les essais préliminaires dans le domaine de la nutrition précoce du lapereau ont permis de confirmer sa capacité à ingérer un aliment solide en système d'élevage conventionnel, ces études se heurtent toutefois à une méconnaissance de ce comportement en lien avec une absence de quantification de l'ingéré. Cette absence de mesure ne permet pas de déterminer des préférences alimentaires et d'évaluer précisément les effets de l'alimentation solide sur le microbiote et son activité. Cette problématique de quantification est observée par ailleurs chez le porcelet, pour lequel des stratégies alimentaires sous la mère existent et font partie de la pratique (Blavi et al., 2021). Les études réalisées chez le porc révèlent une importante variation de l'ingestion d'aliment solide en début de vie au sein des portées (Pajor et al., 1991) qui impactent la structuration et l'évolution du microbiote du jeune (Choudhury et al., 2021). Jusqu'ici seules des méthodes d'observations vidéo ou de marquage de l'aliment ont permis d'intégrer de façon qualitative les variations d'ingestion de porcelets (Bruininx et al., 2004 ; Choudhury et al., 2021).

Pour pallier ces difficultés, une première phase du projet eFeedIT a consisté à développer un modèle expérimental de cage permettant de quantifier précisément l'ingestion précoce de lapereaux sous la mère au nid. Cet objectif a été en partie atteint grâce à un contrôle de l'allaitement (qui ne contraint pas le comportement naturel de l'espèce ; Zarrow et al., 1965) et une adaptation des systèmes de mangeoires des lapines et lapereaux (Paës et al., 2019). Cette évaluation des quantités ingérées était toutefois faite à l'échelle de la portée et non individuellement, les lapereaux étant élevés en groupe. Une synthèse de 7 essais expérimentaux menés avec un tel dispositif révèle une cinétique d'ingestion d'aliment solide au nid concordante inter-essais. Il a été observé de façon constante un démarrage de l'ingestion d'aliment solide chez les lapereaux dès 7-8 jours d'âge, soit 10 jours plus tôt qu'en conditions commerciales (Paës et al., 2019 ; Paës et al., 2020b ; 2020c). L'ingestion solide précoce augmentait progressivement avec l'âge et s'élevait à 1,3 ± 0,2 g de matières sèches soit 2 % des apports secs entre 7 et 17 jours (le reste étant issu du lait). Bien qu'étant aveugles et seulement partiellement mobiles, les lapereaux sont bien capables d'ingérer des substrats solides au début de leur vie en conditions d'élevage, avec cependant, de fortes variations selon les substrats testés.

b. Comprendre les déterminants d’une alimentation précoce

Différents essais évaluant les préférences alimentaires des lapereaux allaités (tests en double choix) ainsi que l'acceptabilité de supports alternatifs aux granulés (aliments hydratés, miettes de granulés…) ont permis de mettre en lumière les déterminants sensoriels de l'alimentation post-natale chez les lapereaux. A dureté équivalente, les granulés les plus fins (diamètre de 2 mm) sont préférés à des granulés de diamètres supérieurs, avec une orientation préférentielle marquée chez les lapereaux allaités plus âgés (Paës et al., 2019). Les aliments plus tendres (granulé moins durs, betterave fourragère) induisent également une hausse de l'ingestion d'aliment solide au nid (Paës et al., 2020c) et en dehors (Travel et al., 2009), ce qui est cohérent avec le jeune âge des animaux qui ne disposent pas de capacités de préhension et de mastication pleinement fonctionnelles (Langenbach et al., 2001). Des stimuli chémosensoriels comme l'odeur et les flaveurs sont également capables de moduler très précocement l'attrait de lapereaux pour un substrat alimentaire. L'arôme de vanille³ stimule ainsi l'ingestion d'aliment avant 18 jours comparativement à une matrice non odorante ou comportant des arômes de fruits rouges et bananes de mêmes intensités (Paës et al., 2020c). Le comportement alimentaire du jeune lapereau peut également être orienté par son expérience pré-natale in utero et les signaux olfactifs qui surviennent pendant l'allaitement (lait, abdomen maternel…) (Coureaud et al., 2001). Les ingrédients composant l'aliment solide peuvent aussi stimuler son ingestion par les lapereaux allaités, même pour des éléments ne composant qu'une minorité de la fraction alimentaire comme montré lors de l'incorporation de prébiotiques (Paës et al., 2020b). La teneur en eau de l'aliment se révèle également déterminante dans l'attrait du lapereau, avec une orientation préférentielle pour les aliments riches en eau (Paës et al., 2020c). Ce comportement est d'ailleurs partagé par d'autres jeunes animaux de rente, comme le porcelet pour lequel l'apport d'un aliment liquide type « soupe » ou « porridge » est fréquent en élevage (Pluske et al., 2005 ; Xiao et al., 2020). Cette appétence des jeunes mammifères pour des aliments hydratés pourrait s'expliquer par i) la capacité de ce type d'aliment à faciliter l'apprentissage de l'ingestion de solide ; ii) une certaine ressemblance de ces aliments avec le lait et iii) une satisfaction des besoins en eau (pas de points d'abreuvements accessibles aux jeunes lapereaux). La prise en compte de ces comportements alimentaires dans le jeune âge, en lien avec la perception sensorielle du lapereau (sens de l'olfaction développé, sensibilité aux textures et formes des aliments), se révèle essentielle pour augmenter la consommation volontaire de l'aliment et son attractivité. Le démarrage d'une alimentation précoce et les quantités consommées apparaissent également sous la dépendance de facteurs relatifs aux portées. Une analyse des 7 essais réalisés dans le cadre du projet eFeedIT met en évidence que les portées les plus lourdes à la naissance sont également celles qui consomment le plus d'aliments solides au nid, possiblement en lien avec un comportement exploratoire accru.

Les connaissances relatives au comportement alimentaire de lapereaux âgés de moins de 18 jours montre qu’un travail autour de l’accessibilité et de l’attractivité d’un aliment destiné aux lapereaux allaités est essentiel pour favoriser son ingestion. Dans le cadre de nos études expérimentales, un support hydraté de type « gel », produit à partir d’aliments complets et aromatisé à la vanille, a été retenu pour combiner nécessité de quantification et optimisation de l’ingéré (figure 7). Les effets de l’arrivée précoce de tels substrats alimentaires dans le tractus digestif ont ensuite été évalués à plusieurs échelles, du microbiote aux phénotypes des individus, en passant par une analyse du fonctionnement des muqueuses digestives.

Figure 7. Dispositif d’alimentation précoce au nid à destination de lapereaux allaités élevés en conditions expérimentales (Paës, 2018).

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L’aliment est suspendu aux parois du nid dans des coupelles et se présente sous forme d’un gel constitué de poudre de granulé, d’eau, de gélifiant (agar) et d’un arôme de vanille

4.2. Démarrage précoce d’une alimentation solide : orientation du microbiote et réponses de l’hôte

a. Effet d’un aliment destiné aux lapereaux allaités sur le microbiote digestif

Le microbiote de lapereaux ayant consommé un aliment au nid mis à disposition dès 3 jours après la naissance se caractérise par une diversité bactérienne spécifique⁴ accrue avant le sevrage (Paës et al., 2021b). Ces observations traduisent une accélération de la maturation du microbiote comme récemment observé chez les porcelets ingérant précocement un aliment solide (Choudhury et al., 2021). Ce phénomène s'explique par un ensemencement dirigé des écosystèmes digestifs en début de vie. La mise à disposition d'un aliment au nid favorise également le développement de bactéries spécialisées dans la dégradation de glucides pariétaux complexes, parfois plusieurs dizaines de jours après la supplémentation au nid. Les bactéries appartenant aux familles Lachnospiraceae et Ruminococcaceae sont ainsi plus représentées dans le microbiote de lapereaux bénéficiant précocement d'un aliment solide dans les jours précédant le sevrage (Paës et al., 2020b, 2022). Ce développement est compensé par une diminution de l'abondance des Bacteroidaceae (Paës et al., 2022), caractéristique des écosystèmes digestifs d'animaux allaités (Charbonneau et al., 2016). La nature des polysaccharides végétaux inclus dans deux types de gels d'aliment complet (modulation des teneurs en fibres rapidement fermentescibles⁵ et amidon) modifie également le microbiote, traduisant une adaptation rapide des communautés bactériennes, malgré le fait que le niveau des ingérés de gel soit en réalité très faible en quantité (2 % de l'ingéré en matière sèche) et que la consommation lactée soit maintenue (Paës et al., 2022).

Grâce à la plasticité de l'écosystème digestif, stimuler précocement la prise d'aliment solide permet d'orienter plus rapidement le microbiote digestif vers un état mature, avec une sélection de bactéries qui semblent plus adaptées à la digestion d'aliments solides (figure 8). Étant donné le partage de mêmes fonctions par certaines bactéries (redondance fonctionnelle), l'étude des métabolites présents dans le tractus digestif est essentielle pour confirmer les effets de stratégies nutritionnelles sur l'activité métabolique du microbiote. De plus, les métabolites bactériens constituent un des supports moléculaires du dialogue microbiote/hôte. Nous avons ainsi mis en évidence une modification transitoire du métabolome cæcal chez les animaux recevant précocement une alimentation solide. L'ingestion précoce d'aliment était en effet associée à une augmentation des teneurs de 7 acides aminés (pouvant être issus de l'aliment ou bien du métabolisme de l'hôte ou de son microbiote), ainsi que des niveaux d'acétate et butyrate dans la lumière intestinale de lapereaux de 18 jours d'âge (Paës et al., 2022). Ce résultat est particulièrement intéressant car le butyrate régule l'homéostasie énergétique et favorise le maintien de la barrière intestinale (Nicholson et al., 2012 ; Beaumont et al., 2020). Ainsi, l'ingestion de quelques grammes d'aliments solides en début de vie semble modifier la construction du microbiote et ses fonctionnalités. On peut toutefois se demander si des changements de concentrations luminales en métabolites, intermédiaires du dialogue microbiote/hôte, sont suffisants pour affecter le lapereau et mieux le préparer au sevrage.

Figure 8. La mise à disposition précoce d'un aliment solide dans le nid de lapins allaités permet d'accélérer la maturation du microbiote cæcal (Paës et al., 2020a).

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C : groupe contrôle recevant un aliment solide à partir de 15 jours en mangeoires.

EF (early feeding) : groupe recevant un aliment solide à partir de 3 jours dans le nid.

Le graphique A présente les distances de wUniFrac (métrique permettant de comparer les différences de structures entre deux communautés microbiennes) entre les microbiotes de lapins âgés de 18, 25, 30 ou 38 jours et ceux de lapins de 58 jours, disposant d’un statut sanitaire stable. Une distance réduite indique un microbiote plus mature. Les graphiques B et C représentent les abondances relatives de deux familles bactériennes majeures affectées par l’apport précoce d’aliment solide.

b. Conséquences d’une introduction précoce d’aliment solide sur la santé des lapereaux

Une approche multidimensionnelle apparaît fondamentale pour obtenir une image globale de la santé des animaux. Quatre piliers peuvent être identifiés pour caractériser les points d'équilibre nécessaires au maintien de la santé digestive, une composante clé de la santé du lapereau : la préservation des fonctions barrière et digestives de l'épithélium, l'aptitude immunitaire, l'homéostasie oxydative et l'équilibre bactérien (Chalvon-Demersay et al., 2021). L'utilisation de quelques indicateurs relatifs aux trois premiers piliers (expression de gènes du tissu digestif, dosages d'anticorps ou marqueurs de radicaux libres sanguins…) n'a jusqu'ici pas permis de mettre en évidence un bénéfice marqué d'une alimentation précoce en conditions expérimentales avec un risque sanitaire maîtrisé (Paës et al., 2022). L'installation d'un microbiote digestif stable et la promotion de métabolites d'intérêt permises par l'alimentation précoce devraient contribuer à préserver la santé des animaux en conditions d'élevage. Ainsi, chez le porcelet, les changements de profils microbiens induits par un aliment sous la mère ont permis de réduire les diarrhées et d'améliorer les performances de croissance (Choudhury et al., 2021). La transposition d'une stratégie alimentaire précoce en situation sanitaire dégradée, avec une évaluation fine des ingérés solides précoces et une évaluation de biomarqueurs de santé variés, permettra in fine de conclure quant à l'intérêt du pilotage des écosystèmes digestifs permis par le dispositif développé. De plus, la composition nutritionnelle des aliments solides ingérés précocement devra être optimisée, par exemple en incorporant des nutriments ciblant des espèces bactériennes d'intérêt (polyphénols par exemple).

Conclusion

Comme nous avons pu le constater, l’action du microbiote intestinal n’est pas seulement limitée à son effet « barrière », car ce dernier est en interaction étroite avec l’épithélium digestif et joue un rôle clé dans le développement, la stimulation et la capacitation du système immunitaire du lapin. Le jeune âge, c’est-à-dire les trois premières semaines de vie, constitue une période clé de cette co-construction de l’hôte et de son microbiote et représente de ce fait une véritable fenêtre d’action pour moduler les phénotypes animaux. Mettre à disposition des lapereaux allaités un aliment solide au début de la vie représente une voie effective de pilotage du microbiote digestif, avec une accélération notable de sa maturation. Ces premières données vont dans le sens d’une meilleure préparation des lapereaux à la transition alimentaire du sevrage mais les conséquences pour la santé de telles modulations restent à éclaircir à l’échelle de la vie de l’animal. Si ces bénéfices sont confirmés, l’outil expérimental développé dans ce cadre devra alors être adapté aux conditions d’élevage commercial. Apporter des granulés directement dans le nid des lapereaux, en veillant à adapter leur présentation, pourrait ainsi être envisagé. Remplacer les litières peu nutritives (copeaux de bois…) qui recouvrent les nids pour des substrats plus riches en nutriments (foin, paille) pourrait également faciliter le comportement d’ingestion solide précoce des lapereaux. Finalement, de nombreuses approches et ressources restent à développer pour utiliser au mieux la plasticité des écosystèmes digestifs et ainsi accompagner la réduction des intrants médicamenteux en élevage.

Remerciements

La mise en œuvre d’une stratégie d’apport d’aliment précoce est issue d’un projet de thèse réalisé avec l’appui du GEC (Groupe d’Expérimentation Cunicole) et de l’Institut Carnot Sciences Animale (eFeedIT-ICSA-2015). Merci à l’ensemble du personnel des équipes NED, SYSED et PECTOUL de l’UMR1388 GenPhySE Génétique Physiologie et Systèmes d'Elevage INRAE, Toulouse pour leur implication au cours des essais menés dans le cadre de cette étude. Nous remercions également la plateforme Bioinfo GenoToul pour son aide dans la gestion des ressources bio-informatiques (https://doi.org/10.15454/1.5572369328961167E12).

Références

• Abt, M. C., & Pamer, E. G. (2014). Commensal bacteria mediated defenses against pathogens. Current opinion in immunology, 0, 16‑22. doi:10.1016/j.coi.2014.03.003
• Al Nabhani, Z., Dulauroy, S., Marques, R., Cousu, C., Al Bounny, S., Déjardin, F., Sparwasser, T., Bérard, M., Cerf-Bensussan, N., & Eberl, G. (2019). A Weaning Reaction to Microbiota Is Required for Resistance to Immunopathologies in the Adult. Immunity, 50(5), 1276-1288.e5. doi:10.1016/j.immuni.2019.02.014
• Bäuerl, C., Collado, M. C., Zúñiga, M., Blas, E., & Pérez Martínez, G. (2014). Changes in Cecal Microbiota and Mucosal Gene Expression Revealed New Aspects of Epizootic Rabbit Enteropathy. PLoS ONE, 9(8). doi:10.1371/journal.pone.0105707
• Beaumont, M., Paës, C., Mussard, E., Knudsen, C., Cauquil, L., Aymard, P., Barilly, C., Gabinaud, B., Zemb, O., Fourre, S., Gautier, R., Lencina, C., Eutamène, H., Theodorou, V., Canlet, C., & Combes, S. (2020). Gut microbiota derived metabolites contribute to intestinal barrier maturation at the suckling-to-weaning transition. Gut Microbes, 1‑19. doi:10.1080/19490976.2020.1747335
• Beaumont, M., Mussard, E., Barilly, C., Lencina, C., Gress, L., Painteaux, L., Gabinaud, B., Cauquil, L., Aymard, P., Canlet, C., Paës, C., Knudsen, C., & Combes, S. (2022). Developmental Stage, Solid Food Introduction, and Suckling Cessation Differentially Influence the Comaturation of the Gut Microbiota and Intestinal Epithelium in Rabbits. The Journal of Nutrition, 152(3), 723‑736. doi:10.1093/jn/nxab411
• Bian, G., Ma, S., Zhu, Z., Su, Y., Zoetendal, E. G., Mackie, R., Liu, J., Mu, C., Huang, R., Smidt, H., & Zhu, W. (2016). Age, introduction of solid feed and weaning are more important determinants of gut bacterial succession in piglets than breed and nursing mother as revealed by a reciprocal cross-fostering model. Environmental Microbiology, 18(5), 1566‑1577. doi:10.1111/1462-2920.13272
• Blavi, L., Solà-Oriol, D., Llonch, P., López-Vergé, S., Martín-Orúe, S. M., & Pérez, J. F. (2021). Management and Feeding Strategies in Early Life to Increase Piglet Performance and Welfare around Weaning : A Review. Animals: An Open Access Journal from MDPI, 11(2), 302. doi:10.3390/ani11020302
• Bouskra, D., Brézillon, C., Bérard, M., Werts, C., Varona, R., Boneca, I. G., & Eberl, G. (2008). Lymphoid tissue genesis induced by commensals through NOD1 regulates intestinal homeostasis. Nature, 456(7221), 507‑510. doi:10.1038/nature07450
• Broekhuizen, S., Bouman, E., & Went, W. (1986). Variation in timing of nursing in the Brown Hare (Lepus europaeus) and the European Rabbit (Oryctolagus cuniculus). Mammal Review, 16(3‑4), 139‑144. doi:10.1111/j.1365-2907.1986.tb00034.x
• Bruininx, E. M. a. M., Schellingerhout, A. B., Binnendijk, G. P., Peet-Schwering, C. M. C. van der, Schrama, J. W., Hartog, L. A. den, Everts, H., & Beynen, A. C. (2004). Individually assessed creep food consumption by suckled piglets : Influence on post-weaning food intake characteristics and indicators of gut structure and hind-gut fermentation. Animal Science, 78(1), 67‑75. doi:10.1017/S1357729800053856
• Cadudal, F. (2018). Démédication dans la filière lapin française : Des avancées significatives dans un contexte sanitaire difficile. Cuniculture Magazine, 45(31‑46). https://www.cuniculture.info/Docs/Magazine/Magazine2018/mag45-31-Journee-Lapin-Itavi.html#4
• Carabaño, R., Piquer, J., Menoyo, D., & Badiola, I. (2010). The digestive system of the rabbit. In C. De Blas & J. Wiseman (Éds.), Nutrition of the rabbit (CABI:20103205028; p. 1‑18). CABI; Wallingford; UK. doi:10.1079/9781845936693.0001
• Chalvon-Demersay, T., Luise, D., Le Floc’h, N., Tesseraud, S., Lambert, W., Bosi, P., Trevisi, P., Beaumont, M., & Corrent, E. (2021). Functional Amino Acids in Pigs and Chickens : Implication for Gut Health. Frontiers in Veterinary Science, 8. https://www.frontiersin.org/article/10.3389/fvets.2021.663727
• Charbonneau, M. R., Blanton, L. V., DiGiulio, D. B., Relman, D. A., Lebrilla, C. B., Mills, D. A., & Gordon, J. I. (2016). Human developmental biology viewed from a microbial perspective. Nature, 535(7610), 48‑55. doi:10.1038/nature18845
• Chassaing, B., Kumar, M., Baker, M. T., Singh, V., & Vijay-Kumar, M. (2014). Mammalian Gut Immunity. Biomedical journal, 37(5), 246‑258. doi:10.4103/2319-4170.130922
• Choudhury, R., Middelkoop, A., Boekhorst, J., Gerrits, W. J. J., Kemp, B., Bolhuis, J. E., & Kleerebezem, M. (2021). Early life feeding accelerates gut microbiome maturation and suppresses acute post-weaning stress in piglets. Environmental Microbiology, 23(11), 7201‑7213. doi:10.1111/1462-2920.15791
• Combes, S., Michelland, R. J., Monteils, V., Cauquil, L., Soulié, V., Tran, N. U., Gidenne, T., & Fortun-Lamothe, L. (2011). Postnatal development of the rabbit cæcal microbiota composition and activity. FEMS Microbiology Ecology, 77(3), 680‑689. doi:10.1111/j.1574-6941.2011.01148.x
• Combes, S., Fortun-Lamothe, L., Cauquil, L., & Gidenne, T. (2012). Controlling the rabbit digestive ecosystem to improve digestive health and efficacy (A. Daader & G. Xiccato, Éds.; p. 475‑494). Egyptian Rabbit Science Association (ERSA), Le Caire.
• Combes, S., Gidenne, T., Cauquil, L., Bouchez, O., & Fortun-Lamothe, L. (2014). Coprophagous behavior of rabbit pups affects implantation of cecal microbiota and health status. Journal of Animal Science, 92(2), 652‑665. doi:10.2527/jas.2013-6394
• Combes, S., Gidenne, T., Boucher, S., Fortun-Lamothe, L., Bolet, G., & Coureaud, G. (2018). Pour des lapereaux plus robustes au sevrage : Des bases biologiques aux leviers d’action en élevage. INRA Productions Animales, 31(2), 105‑116. doi:10.20870/productions-animales.2018.31.2.2283
• Coureaud, G., Schaal, B., Langlois, D., & Perrier, G. (2001). Orientation response of newborn rabbits to odours of lactating females : Relative effectiveness of surface and milk cues. Animal Behaviour, 61(Part 1), 153‑162. doi:10.1006/anbe.2000.1563
• Curtis, T. P., & Sloan, W. T. (2004). Prokaryotic diversity and its limits : Microbial community structure in nature and implications for microbial ecology. Current Opinion in Microbiology, 7(3), 221‑226. doi:10.1016/j.mib.2004.04.010
• Ferretti, P., Pasolli, E., Tett, A., Asnicar, F., Gorfer, V., Fedi, S., Armanini, F., Truong, D. T., Manara, S., Zolfo, M., Beghini, F., Bertorelli, R., De Sanctis, V., Bariletti, I., Canto, R., Clementi, R., Cologna, M., Crifò, T., Cusumano, G., … Segata, N. (2018). Mother-to-Infant Microbial Transmission from Different Body Sites Shapes the Developing Infant Gut Microbiome. Cell Host & Microbe, 24(1), 133-145.e5. doi:10.1016/j.chom.2018.06.005
• Fortun-Lamothe, L., & Gidenne, T. (2000). The effect of size of suckled litter on intake behaviour, performance and health status of young and reproducing rabbits. Annales de Zootechnie, 49, 517‑529. doi:10.1051/animres:2000142
• Fortun-Lamothe, L., & Gidenne, T. (2003). Besoins nutritionnels du lapereau et stratégies d’alimentation autour du sevrage. INRA Production Animale, 16(1), 39‑47. doi:10.20870/productions-animales.2003.16.1.3643
• Fortun-Lamothe, L., & Davoust, C. (2017). Innovations en Elevage cunicole : Des réussites d’hier aux défis de demain. 205 p. https://hal.inrae.fr/hal-02733485
• Fortun-Lamothe, L., Courtadon, H., Croisier, A., Combes, S., Gidenne, T., Le Bouquin, S., & Chauvin, C. (2011). L’index de fréquence des traitements par les antibiotiques (IFTA) : Un indicateur de durabilité des ateliers d’élevage. (G. Bolet, Éd., 135‑138). ITAVI, Paris, France.
• Gallois, M., Gidenne, T., Fortun-Lamothe, L., Le Huerou-Luron, I., & Lallès, J.-P. (2005). An early stimulation of solid feed intake slightly influences the morphological gut maturation in the rabbit. Reproduction Nutrition Development, 45(1), 109‑122. doi:10.1051/rnd:2005008
• Gallois, M., Gidenne, T., Tasca, C., Caubet, C., Coudert, C., Milon, A., & Boullier, S. (2007). Maternal milk contains antimicrobial factors that protect young rabbits from enteropathogenic Escherichia coli infection. Clinical and Vaccine Immunology, 14(5), 585‑592. doi:10.1128/CVI.00468-06
• Gallois, M., Huërou-Luron, I. L., Fortun-Lamothe, L., Lallès, J. P., & Gidenne, T. (2008a). Adaptability of the digestive function according to age at weaning in the rabbit: I. Effect on feed intake and digestive functionality. Animal, 2(4), 525‑535. doi:10.1017/S1751731108001729
• Gallois, M., Fortun-Lamothe, L., Michelan, A., & Gidenne, T. (2008b). Adaptability of the digestive function according to age at weaning in the rabbit : II. Effect on nutrient digestion in the small intestine and in the whole digestive tract. Animal, 2(04), 536‑547. doi:10.1017/S1751731108001730
• Gidenne, T. (2015). Dietary fibres in the nutrition of the growing rabbit and recommendations to preserve digestive health: A review. Animal, 9(02), 227‑242. doi:10.1017/S1751731114002729
• Gidenne, T., Lebas, F., & Fortun-Lamothe, L. (2010). Feeding behaviour of rabbits. In C. De Blas & J. Wiseman (Éds.), Nutrition of the rabbit (CABI:20103205007; p. 233‑252). CABI; Wallingford; UK. doi:10.1079/9781845936693.0233
• Girardie, O., Robert, R., Maupin, M., Hurtaud, J., Joly, T. T., Ruesche, J., David, I., Garreau, H., & Canario, L. L. (2021). Genetic trends in doe and kit behaviour and performances assessed with comparison of old and modern-type lines in a crossfostering design. 12th World Rabbit Congress. https://hal.inrae.fr/hal-03416254
• Gutiérrez, I., Espinosa, A., García, J., Carabaño, R., & De Blas, J. C. (2002). Effect of levels of starch, fiber, and lactose on digestion and growth performance of early-weaned rabbits. Journal of Animal Science, 80(4), 1029‑1037. doi:10.2527/2002.8041029x
• Hudson, R., & Distel, H. (1982). The Pattern of Behaviour of Rabbit Pups in the Nest. Behaviour, 79(2/4), 255‑271. doi:10.1163/156853982X00292
• ITAVI (2021). Note de conjoncture Lapins. https://www.itavi.asso.fr/publications/note-de-conjoncture-lapins-mars-2021
• Jin, D. X., Zou, H. W., Liu, S. Q., Wang, L. Z., Xue, B., Wu, D., Tian, G., Cai, J., Yan, T. H., Wang, Z. S., & Peng, Q. H. (2018). The underlying microbial mechanism of epizootic rabbit enteropathy triggered by a low fiber diet. Scientific Reports, 8(1), 1‑15. doi:10.1038/s41598-018-30178-2
• Kacsala, L., Szendrő, Z., Gerencsér, Z., Radnai, I., Kovács, M., Kasza, R., Nagy, I., Odermatt, M., Atkári, T., & Matics, Z. (2018). Early solid additional feeding of suckling rabbits from 3 to 15 days of age. Animal: An International Journal of Animal Bioscience, 12(1), 28‑33. doi:10.1017/S1751731117001367
• Kovács, M., Szendrõ, Zs., Milisits, G., Biro-Nemeth, E., Radnai, I., Posa, R., Bonai, A., Kovacs, F., & Horn, P. (2006). Effect of nursing method and faeces consumption on the development of bacetroides, lactobacillus and coliform flora in the cæcum of the newborn rabbits. Reprod. Nutr. Dev., 46, 205‑210. doi:10.1051/rnd:2006010
• Kovács, M., Bonai, A., Szendro, Z., Milisits, G., Lukacs, H., Szabo-Fodor, J., Tornyos, G., Matics, Z., Kovacs, F., & Horn, P. (2012). Effect of different weaning ages (21, 28 or 35 days) on production, growth and certain parameters of the digestive tract in rabbits. Animal : an international journal of animal bioscience, 6(6), 894‑901. doi:10.1017/S1751731111002254
• Langenbach, G. E., Weijs, W. A., Brugman, P., & van Eijden, T. M. (2001). A longitudinal electromyographic study of the postnatal maturation of mastication in the rabbit. Archives of Oral Biology, 46(9), 811‑820. doi:10.1016/S0003-9969(01)00043-7
• Lanning, D., Sethupathi, P., Rhee, K.-J., Zhai, S.-K., & Knight, K. L. (2000). Intestinal Microflora and Diversification of the Rabbit Antibody Repertoire. The Journal of Immunology, 165(4), 2012‑2019. doi:10.4049/jimmunol.165.4.2012
• Le Floc’h, N., Achard, C. S., Eugenio, F. A., Apper, E., Combes, S., & Quesnel, H. (2022). Effect of live yeast supplementation in sow diet during gestation and lactation on sow and piglet fecal microbiota, health and performance. Journal of Animal Science, skac209. doi:10.1093/jas/skac209
• Licois, D., & Marlier, D. (2008). Pathologies infectieuses du lapin en élevage rationnel. INRA Prod. Anim., 21(3), 257‑268. doi:10.20870/productions-animales.2008.21.3.3400
• Luo, Y., Ren, W., Smidt, H., Wright, A.-D. G., Yu, B., Schyns, G., McCormack, U. M., Cowieson, A. J., Yu, J., He, J., Yan, H., Wu, J., Mackie, R. I., & Chen, D. (2022). Dynamic Distribution of Gut Microbiota in Pigs at Different Growth Stages : Composition and Contribution. Microbiology Spectrum, e0068821. doi:10.1128/spectrum.00688-21
• Mackie, R. I., Sghir, A., & Gaskins, H. R. (1999). Developmental microbial ecology of the neonatal gastrointestinal tract. The American Journal of Clinical Nutrition, 69(5), 1035s‑1045s. doi:10.1093/ajcn/69.5.1035s
• Mage, R. G., Lanning, D., & Knight, K. L. (2006). B cell and antibody repertoire development in rabbits : The requirement of gut-associated lymphoid tissues. Developmental & Comparative Immunology, 30(1), 137‑153. doi:10.1016/j.dci.2005.06.017
• Mantis, N. J., Rol, N., & Corthésy, B. (2011). Secretory IgA’s complex roles in immunity and mucosal homeostasis in the gut. Mucosal Immunology, 4(6), 603‑611. doi:10.1038/mi.2011.41
• Marlier, D., Dewree, R., Delleur, V., Licois, D., Lassence, C., Poulipoulis, A., & Vindevogel, H. (2003). A review of the major causes of digestive disorders in the European rabbit. Annales de Medecine Veterinaire, 147(6), 385‑392.
• Mattioli, S., Dal Bosco, A., Combes, S., Moscati, L., Crotti, S., Cartoni Mancinelli, A., Cotozzolo, E., & Castellini, C. (2019). Dehydrated Alfalfa and Fresh Grass Supply in Young Rabbits : Effect on Performance and Cæcal Microbiota Biodiversity. Animals, 9(6), 341. doi:10.3390/ani9060341
• McKenney, E. S., & Kendall, M. M. (2016). Microbiota and pathogen ‘pas de deux’ : Setting up and breaking down barriers to intestinal infection. Pathogens and Disease, 74(5). doi:10.1093/femspd/ftw051
• Montagne, L., Pluske, J. R., & Hampson, D. J. (2003). A review of interactions between dietary fibre and the intestinal mucosa, and their consequences on digestive health in young non-ruminant animals. Animal Feed Science and Technology, 108(1‑4), 95‑117. doi:10.1016/S0377-8401(03)00163-9
• Nicholson, J. K., Holmes, E., Kinross, J., Burcelin, R., Gibson, G., Jia, W., & Pettersson, S. (2012). Host-gut microbiota metabolic interactions. Science (New York, N.Y.), 336(6086), 1262‑1267. doi:10.1126/science.1223813
• Nielsen, S. S., Alvarez, J., Bicout, D. J., Calistri, P., Depner, K., Drewe, J. A., Garin‐Bastuji, B., Rojas, J. L. G., Schmidt, C. G., Michel, V., Chueca, M. Á. M., Roberts, H. C., Sihvonen, L. H., Spoolder, H., Stahl, K., Calvo, A. V., Viltrop, A., Buijs, S., Edwards, S., … Winckler, C. (2020). Health and welfare of rabbits farmed in different production systems. EFSA Journal, 18(1), e05944. doi:10.2903/j.efsa.2020.5944
• Orengo, J., & Gidenne, T. (2007). Feeding behaviour and caecotrophy in the young rabbit before weaning: An approach by analysing the digestive contents. Applied Animal Behaviour Science, 102(1‑2), 106‑118. doi:10.1016/j.applanim.2006.03.010
• Padilha, M. T. S., Licois, D., Gidenne, T., & Carré, B. (1999). Cæcal microflora and fermentation pattern in exclusively milk-fed young rabbits. Reproduction Nutrition Development, 39, 223‑230. doi:10.1051/rnd:19990207
• Paës, C., Fortun-Lamothe, L., Bébin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Aymard, P., Bannelier, C., Debrusse, A.-M., Gidenne, T., & Combes, S. (2019). Onset of feed intake of the suckling rabbit and evidence of dietary preferences according to pellet physical properties. Animal Feed Science and Technology, 255, 114223. doi:10.1016/j.anifeedsci.2019.114223
• Paës, C. (2020a). Stimulation de l’ingestion d’aliment solide chez le lapereau allaité et conséquences sur l’implantation du microbiote intestinal et la santé digestive. [These de doctorat, Toulouse, INPT]. https://www.theses.fr/2020INPT0027
• Paës, C., Gidenne, T., Bébin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Bouchez, O., Barilly, C., Aymard, P., & Combes, S. (2020b). Early introduction of solid foods: Ingestion level matters more than prebiotic supplementation for shaping gut microbiota. Frontiers in Veterinary Science, 7. doi:10.3389/fvets.2020.00261
• Paës, C., Fortun-Lamothe, L., Coureaud, G., Bébin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Aymard, P., Bannelier, C., Debrusse, A. M., Gidenne, T., & Combes, S. (2020c). Insights into suckling rabbit feeding behaviour: Acceptability of different creep feed presentations and attractiveness for sensory feed additives. Animal, 1‑9. doi:10.1017/S1751731120000038
• Paës, C., Gidenne, T., Bannelier, C., Bebin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Aymard, P. & Combes, S. (2021a). Suckling rabbit digestibility: effect of the age at introduction of a starter feed. 12th World Rabbit Congress. https://hal.inrae.fr/hal-03645260
• Paës, C., Gidenne, T., Barilly, C., Bebin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Aymard, P., Beaumont, M. & Combes, S. (2021b). Stimulation of early solid feed ingestion in the nest accelerates the maturation of the rabbits cæcal microbiota. 5.
• Paës, C., Gidenne, T., Bébin, K., Duperray, J., Gohier, C., Guené-Grand, E., Rebours, G., Barilly, C., Gabinaud, B., Cauquil, L., Castinel, A., Pascal, G., Darbot, V., Aymard, P., Debrusse, A.-M., Beaumont, M., & Combes, S. (2022). Early Introduction of Plant Polysaccharides Drives the Establishment of Rabbit Gut Bacterial Ecosystems and the Acquisition of Microbial Functions. MSystems. doi:10.1128/msystems.00243-22
• Pajor, E. A., Fraser, D., & Kramer, D. L. (1991). Consumption of solid food by suckling pigs : Individual variation and relation to weight gain. Applied Animal Behaviour Science, 32(2), 139‑155. doi:10.1016/S0168-1591(05)80038-3
• Pluske, J. R., Payne, H. G., Williams, I. H., & Mullan, B. P. (2005). Early feeding for lifetime performance of pigs. Recent advances in animal nutrition in Australia, 15, 171-181.
• Read, T., Fortun-Lamothe, L., Pascal, G., Le Boulch, M., Cauquil, L., Gabinaud, B., Bannelier, C., Balmisse, E., Destombes, N., Bouchez, O., Gidenne, T., & Combes, S. (2019). Diversity and Co-occurrence Pattern Analysis of Cecal Microbiota Establishment at the Onset of Solid Feeding in Young Rabbits. Frontiers in Microbiology, 10(973). doi:10.3389/fmicb.2019.00973
• Rey, M., Enjalbert, F., Combes, S., Cauquil, L., Bouchez, O., & Monteils, V. (2014). Establishment of ruminal bacterial community in dairy calves from birth to weaning is sequential. Journal of Applied Microbiology, 116(2), 245‑257. doi:10.1111/jam.12405
• Rosenberg, E., & Zilber-Rosenberg, I. (2018). The hologenome concept of evolution after 10 years. Microbiome, 6. doi:10.1186/s40168-018-0457-9
• Scapinello, C., Gidenne, T., & Fortun-Lamothe, L. (1999). Digestive capacity of the rabbit during the post-weaning period, according to the milk/solid feed intake pattern before weaning. Reproduction Nutrition Development, 39, 423‑432. doi:10.1051/rnd:19990402
• Sekirov, I., & Finlay, B. B. (2009). The role of the intestinal microbiota in enteric infection. The Journal of Physiology, 587(17), 4159‑4167. doi:10.1113/jphysiol.2009.172742
• Silva, S. D., Robbe-Masselot, C., Ait-Belgnaoui, A., Mancuso, A., Mercade-Loubière, M., Salvador-Cartier, C., Gillet, M., Ferrier, L., Loubière, P., Dague, E., Theodorou, V., & Mercier-Bonin, M. (2014). Stress disrupts intestinal mucus barrier in rats via mucin O-glycosylation shift : Prevention by a probiotic treatment. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology, 307(4), G420‑G429. doi:10.1152/ajpgi.00290.2013
• Skrivanova, E., Molatova, Z., Skrivanova, V., & Marounek, M. D.-:10. 1016/j. vetmic. 2008. 09. 083. (2009). Inhibitory activity of rabbit milk and medium-chain fatty acids against enteropathogenic Escherichia coli O128. Veterinary Microbiology, 135(3‑4), 358‑362. doi:10.1016/j.vetmic.2008.09.083
• Slotnick, B. (2001). Animal cognition and the rat olfactory system. Trends in Cognitive Sciences, 5(5), 216‑222. doi:10.1016/s1364-6613(00)01625-9
• Söderholm, J. D., Yang, P.-C., Ceponis, P., Vohra, A., Riddell, R., Sherman, P. M., & Perdue, M. H. (2002). Chronic stress induces mast cell-dependent bacterial adherence and initiates mucosal inflammation in rat intestine. Gastroenterology, 123(4), 1099‑1108. doi:10.1053/gast.2002.36019
• Thaiss, C. A., Zmora, N., Levy, M., & Elinav, E. (2016). The microbiome and innate immunity. Nature, 535(7610), 65‑74. doi:10.1038/nature18847
• Torow, N., & Hornef, M. W. (2017). The Neonatal Window of Opportunity: Setting the Stage for Life-Long Host-Microbial Interaction and Immune Homeostasis. The Journal of Immunology, 198(2), 557‑563. doi:10.4049/jimmunol.1601253
• Travel, A., Mirabito, L., Chanay, I., Souchet, C., Galliot, P., Weissman, D., Corrent, E., & Davoust, C. (2009). Préférences alimentaires du lapereau selon le diamètre du granulé, dans le cadre d’une alimentation séparée mère-jeunes (G. Bolet, Éd.). ITAVI, Paris.
• Xiao, J., Alugongo, G. M., Li, J., Wang, Y., Li, S., & Cao, Z. (2020). Review: How Forage Feeding Early in Life Influences the Growth Rate, Ruminal Environment, and the Establishment of Feeding Behavior in Pre-Weaned Calves. Animals, 10(2), 188. doi:10.3390/ani10020188
• Xiccato, G., Trocino, A., Sartori, A., & Queaque, P. I. (2003). Effect of weaning diet and weaning age on growth, body composition and cæcal fermentation of young rabbits. Animal Science, 77(1), 101‑111. doi:10.1017/S1357729800053704
• Yardin, M. (2009). Evolution des dents du jeune lapin. Mammalia, 32(4), 677‑689. doi:10.1515/mamm.1968.32.4.677
• Yatsunenko, T., Rey, F. E., Manary, M. J., Trehan, I., Dominguez-Bello, M. G., Contreras, M., Magris, M., Hidalgo, G., Baldassano, R. N., Anokhin, A. P., Heath, A. C., Warner, B., Reeder, J., Kuczynski, J., Caporaso, J. G., Lozupone, C. A., Lauber, C., Clemente, J. C., Knights, D., Gordon, J. I. (2012). Human gut microbiome viewed across age and geography. Nature, 486(7402), 222‑227. doi:10.1038/nature11053
• Yu, B., & Chiou, P. W. (1997). The morphological changes of intestinal mucosa in growing rabbits. Laboratory animals, 31(3), 254‑263. doi:10.1258/002367797780596301
• Zarrow, M. X., Denenberg, V. H., & Anderson, C. O. (1965). Rabbit: Frequency of suckling in the pup. Science (New York, N.Y.), 150(3705), 1835‑1836. doi:10.1126/science.150.3705.1835
• PAËS C., GIDENNE T., BÉBIN K., DUPERRAY J., GOHIER C., GUENÉ-GRAND E., REBOURS G., AYMARD P., DEBRUSSE A. M., FORTUN-LAMOTHE L., BEAUMONT M., & COMBES S. (2023). L’introduction précoce d’aliment solide au début de la vie, une stratégie de pilotage du microbiote pour construire et préserver la santé du lapin. INRAE Productions Animales, 36(3), 7731. doi:10.20870/productions-animales.2023.36.3.7731