Introduction

Le muscle squelettique est le tissu le plus abondant, représentant 35 à 45 % de la masse corporelle totale (Janssen et al., 2000). Il fonctionne pour générer une force qui permet la locomotion, la posture, la déglutition et la respiration. Il est composé d'un mélange de fibres différenciées terminales qui représentent les unités contractiles de base regroupées en faisceaux (figure 1). Chaque fibre musculaire squelettique est une cellule musculaire cylindrique unique. Un muscle squelettique individuel peut être constitué de centaines, voire de milliers, de fibres musculaires regroupées et enveloppées dans un revêtement de tissu conjonctif. Chaque muscle est entouré d'une gaine de tissu conjonctif appelée épimysium. Le fascia, tissu conjonctif extérieur à l'épimysium, entoure et sépare les muscles. Des portions de l'épimysium se projettent vers l'intérieur pour diviser le muscle en compartiments. Chaque compartiment contient un faisceau de fibres musculaires. Chaque faisceau de fibres musculaires est entouré d'une couche de tissu conjonctif appelée périmysium. Dans le faisceau, chaque cellule musculaire individuelle, appelée fibre musculaire, est entourée de tissu conjonctif appelé endomysium. Le revêtement de tissu conjonctif fournit un soutien et une protection aux cellules fragiles et leur permet de résister aux forces de contraction. Les revêtements fournissent également des voies pour le passage des vaisseaux sanguins et des nerfs. Généralement, l'épimysium, le périmysium et l'endomysium s'étendent au-delà de la partie charnue du muscle pour former un tendon épais en forme de corde ou une large aponévrose plate en forme de feuille. Le tendon et l'aponévrose forment des attaches indirectes des muscles au périoste des os ou au tissu conjonctif d'autres muscles. Généralement, un muscle s'étend sur une articulation et est attaché aux os par des tendons aux deux extrémités. Les muscles squelettiques sont abondants en vaisseaux sanguins et en nerfs. Ceci est directement lié à la fonction principale du muscle squelettique, la contraction. Avant qu'une fibre musculaire squelettique puisse se contracter, elle doit recevoir une impulsion d'une cellule nerveuse. Généralement, une artère et au moins une veine accompagnent chaque nerf qui pénètre dans l'épimysium d'un muscle squelettique. Le développement du muscle, sa composition et sa capacité d'adaptation dépendent des cellules souches musculaires, principalement des cellules satellites (SATC). Les SATC jouent un rôle essentiel pour le développement musculaire ainsi que pour le maintien, la régénération et l'adaptation du tissu musculaire car elles sont capables de se différencier et de s'auto-renouveler (Mitchell et al., 2010 ; Dumont et al., 2015). Les SATC adultes quiescentes sont situées dans une niche située entre le sarcolemme et la lame basale. Après un certain nombre de cycles prolifératifs, les SATC activées subissent une différenciation myogénique soit en fusionnant entre elles pour former de nouvelles myofibres soit avec des myofibres existantes (Bérard et al., 2011). Par conséquent, le nombre de myonoyaux sous-laminaux diminue continuellement au cours de la croissance et reste relativement constant dans le muscle adulte (Rouger et al., 2004). En plus d'une diminution du nombre de SATC au cours de la vie, une perte progressive de la capacité des cellules souches à se différencier survient avec l'âge et engendre des maladies chroniques chez les mammifères (Ogura et al., 2020). Dans les muscles malades et âgés, les myofibres sont progressivement remplacées par du tissu adipeux et fibreux tandis que les fibres restantes diminuent en masse. Il a été montré chez le porc que dans la première semaine de vie, 30 % des SATC sont capables de se différencier puis cette proportion diminue de la semaine 7 (14 %) à la semaine 21 (9 %) (Mesires et Doumit, 2002). Il est ainsi admis que seules certaines SATC se différencient et fusionnent par la suite avec les myofibres existantes, tandis que d'autres forment un pool de cellules réserves/souches crucial pour le maintien et la régénération du muscle.

Figure 1. Structure d’un muscle squelettique (adobe stock).

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1. Limites des cultures 2D et intérêt des tissus musculaires squelettiques issus de la bio-ingénierie

La culture cellulaire conventionnelle en deux dimensions (2D) repose sur l'adhérence à une surface plane, généralement une boîte de Pétri en verre ou en polystyrène, pour fournir un support mécanique aux cellules. La croissance cellulaire en monocouche 2D permet d'accéder à une quantité similaire de nutriments et de facteurs de croissance présents dans le milieu, ce qui entraîne une prolifération homogène, dans des conditions hautement contrôlées. Dans les systèmes 2D, des cultures primaires de myoblastes ont été développées chez de nombreuses espèces comme le Singe, le Porc, le Bovin, le Poulet et le Poisson. Si de telles cultures sont bien connues et contrôlées, elles présentent en retour plusieurs limites critiques, parmi lesquelles une non-durabilité dans le temps, un manque d'architecture musculaire native et une difficulté à produire des contractions spontanées (Eberli et al., 2009 ; Guo et al., 2014). Par ailleurs, elles ne reflètent pas complètement l'organisation structurelle et le métabolisme du muscle adulte qui sont pourtant essentielles à la contraction et à la fonctionnalité du muscle (Lieber et Fridén, 2000). Cela limite donc l'utilisation des systèmes de culture 2D dans les études biologiques ainsi que dans le remplacement de tissus pathologiques ou endommagés in vivo (Ghaemmaghami et al., 2012). Enfin, la culture cellulaire avec les systèmes in vitro conventionnels actuels présente des limites importantes liées à leur faible rapport surface/volume, l'absence de contrôle du pH, de la concentration en gaz ou en métabolites et n'est donc pas en cela évolutive (Oh et al., 1999). Pour finir, le développement de systèmes 3D in vitro est motivé par la nécessité d'atténuer les considérations éthiques exigeant une réduction de l'utilisation d'animaux et d'améliorer les résultats chez les patients humains par l'identification de nouvelles thérapies grâce au criblage de médicaments et aux tests cellulaires (Bhatia et Ingber, 2014).

2. Développement d'un modèle 3D de culture cellulaire primaire dérivée du muscle : les myosphères

Au cours des dernières décennies, l'efficacité des stratégies thérapeutiques cellulaires pour les atteintes musculaires ainsi que la production de connaissances génériques sur la biologie des cellules souches musculaires ont été entravées par des difficultés récurrentes à isoler et à propager les cellules souches résidentes dans des tissus dans leur état natif. En effet, dans des conditions de culture 2D conventionnelles, les cellules dérivées du muscle se différencient rapidement et perdent leur capacité à être greffées (Ikemoto et al., 2007). En outre, les mécanismes liés à la quiescence, l'auto-renouvellement et la différenciation des CS sont difficiles à analyser in vitro car leurs capacités de différenciation est perdue lorsqu'elles sont retirées de leur niche tissulaire et ne sont pas suffisamment reproduites dans les modèles de culture 2D actuellement disponibles. Pour toutes ces raisons, une méthode de culture en suspension a été développée pour que les interactions cellule-cellule en 3D fournissent un environnement de type niche et aident à maintenir les cellules dans un état plus primitif (Obokata et al., 2011).

La myosphère correspond à une structure 3D générée à partir de cellules dérivées du muscle fraîchement isolées et qui se forme progressivement 3 jours après l'ensemencement initial de la suspension cellulaire mononucléée comme schématisé dans la figure 2 (Sarig et al., 2006 ; Arsic et al., 2008 ; Westerman, 2015).

Figure 2. Microscopie à contraste de phase de cultures murines de myosphères classiques.

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A. Lorsqu'elles sont cultivées en suspension, les cellules progénitrices/souches correspondent initialement à quelques cellules arrondies, petites et réfringentes. Dans les 1ers jours (jour 1-3) certaines d'entre elles peuvent apparaître en amas de deux à quatre cellules (B). Entre 3 à 6 jours, elles commencent à croître selon des modalités atypiques avec la formation de colonies de microsphéroïdes composées de quelques dizaines de cellules jointes qui pouvaient parfois apparaître superposées. Dans les jours suivants (jour 6-10), ces myosphères flottantes continuent de croître en taille et en nombre, atteignant plusieurs centaines de cellules (C). Après 10 jours, les myosphères apparaissent telles des complexes sphéroïdes très denses en cellules et volumineux et perdent leur capacité de prolifération (D). Barre d'échelle = 25 µm. Iconographies liées aux travaux menés sur la caractérisation in vitro des cellules canines MuStem. D'après Dessauge et al. (2021).

Dans les premiers jours après l'isolement des cellules du tissu musculaire, obtenue après une dissociation mécanique et enzymatique, de petites cellules rondes, principalement individualisées, sont observées flottant parmi les débris. Au cours des jours suivants, les cellules individualisées évoluent en petits amas de quelques cellules, puis en amas plus grands d’une dizaine de cellules et forment plus tard des structures sphériques arrondies. Ces myosphères ont initialement une taille de 25 à 50 µm et continuent à croître au fil du temps pour atteindre des tailles de 200 à 400 µm. Les myosphères se propagent ensuite in vitro sous forme d'amas flottants de cellules arrondies présentant des diamètres différents. Elles peuvent être repiquées tous les 20-30 jours en piégeant des sphères > 100 µm, en les dissociant avec de la dispase/collagénase puis en ensemençant les cellules à une densité de 1-10 × 105 cellules/mL. Les cellules issues des myosphères nouvellement remises en culture formeront à leur tour de nouvelles sphères flottantes après plusieurs jours de culture. La caractérisation des myosphères chez la souris a révélé qu'elles contiennent des cellules myogéniques exprimant la protéine de surface (intégrine α7) et des facteurs de transcription (Pax7, Myf5 et MyoD) mais aussi des cellules non myogéniques n’exprimant pas l’intégrine α7, mais positives pour PDGFRα et Sca-1. Il a été suggéré que ce deuxième type cellulaire correspondait à une population de cellules interstitielles (Penvose et Westerman, 2012). Fait intéressant, il a été déterminé que les cellules dérivées des myosphères se comportent de manière similaire aux myoblastes primaires en ce sens qu'elles expriment principalement Pax7, Myf5 et MyoD et sont capables de former des myotubes multinucléés lorsqu'elles sont cultivées en condition adhérente (Westerman, 2015). Cependant, certaines différences en termes de taux de prolifération, de capacité de différenciation et de phénotype ont été rapportées entre les myosphères générées par plusieurs groupes, selon la procédure d'isolement et les milieux de culture utilisés. L'ajout de facteur inhibiteur de la leucémie (LIF) au milieu de croissance des myosphères améliore la prolifération et augmente considérablement la proportion de cellules exprimant Sca-1.

De façon intéressante, il a été établi que certaines des cellules dérivées du muscle dans les myosphères sont capables de maintenir un état pré-myogénique en culture au fil du temps (Westerman et al., 2010). À titre d'exemple, les myosphères générées à partir de cellules musculaires squelettiques du cou humain peuvent être cultivées et développées pendant 20 semaines ou 18 passages même lorsqu'elles sont obtenues à un âge moyen du donneur de 63 ans, démontrant une capacité d'auto-renouvellement importante (Wei et al., 2011). De plus, les myosphères peuvent être isolées à partir de muscles de souris jeunes et âgées et peuvent être maintenues en culture sur des périodes prolongées (3-4 mois). Il a été évoqué que les interactions 3D développées entre les cellules adhérentes sont impliquées dans le maintien des structures sphériques de la myosphère mais également dans le maintien de leur longévité in vitro (Penvose et Westerman, 2012).

Grâce à leur structure 3D, les myosphères permettent d'obtenir des interactions cellule-cellule et une organisation spatiale entre différents types cellulaires plus proches de celles observées dans les tissus par rapport aux systèmes de culture 2D classiques. Contrairement aux cultures primaires dérivées de cellules dérivées du muscle cultivées en 2D dans lesquelles les progéniteurs sont rapidement perdus en raison de leur faible temps de division par rapport aux autres types de cellules résidentes, la culture de myosphères permet de maintenir les proportions cellulaires au cours des divisions. Un autre avantage est que la procédure de culture initiale est simple et relativement douce avec peu de manipulation des cellules dérivées du muscle fraîchement extraites. Cela contraste avec de nombreuses procédures d'isolement de CS qui intègrent l'utilisation de la cytométrie en flux, connue pour activer les CS et ainsi altérer leur profil d'expression génique (van den Brink et al., 2017). À titre d'exemple, l'expression de Notch1, qui joue un rôle central dans la détermination du comportement des CS, est modifiée dans les CS (Liu et al., 2007). Concernant la contribution des myosphères à la régénération musculaire, il a été montré chez l'homme que les cellules dérivées des myosphères participent à la formation de nouvelles fibres musculaires et à la génération de CS lorsqu'elles sont injectées dans les muscles endommagés. Aussi, les auteurs mentionnent qu'elles présentent une capacité de greffage supérieure à celle des myoblastes. Conformément à ces résultats, Westerman et al. ont démontré que l'injection de cellules fluorescentes, dérivées de myosphères dans le muscle de souris dystrophiques générait la formation de fibres musculaires exprimant la GFP deux semaines plus tard. Ces résultats ont souligné que les cellules dérivées des myosphères ont la capacité de régénérer le muscle blessé in vivo tout en conservant les propriétés des cellules souches. Cela démontre ainsi que les cellules dérivées des myosphères peuvent être très utiles en médecine régénérative pour le traitement des maladies musculaires.

3. Développement de modèles 3D de muscles squelettiques : les myobundles

Depuis les travaux pionniers conduisant à la formation de myotubes dans un gel de collagène (Vandenburgh, 1988) et à la construction de couches en 3D (Dennis et Kosnik, 2000), le domaine de l'ingénierie musculaire s'est considérablement développé. L'approche d'ingénierie est maintenant basée sur l'exploitation de deux composants principaux correspondant à un biomatériau qui assure une structure tissulaire appropriée et différents types de cellules résidentes dans les tissus. Concernant les matériaux de structure, ils doivent être inertes, résorbables par des processus de biodégradation, modifiables et présenter une cytotoxicité minimale (Fuoco et al., 2012 ; Rizzi et al., 2012). En outre, les biomatériaux optimaux doivent contenir une surface élevée pour l'adhésion cellulaire, soutenir l'intégrité mécanique du tissu, minimiser les distances de diffusion et se dégrader une fois qu'il n'y a plus besoin de support structurel (Rosso et al., 2004). Les structures sont obtenues à partir de sources naturelles (c'est-à-dire de la MEC) ou créées par des moyens artificiels à l'aide de matériaux synthétiques tels que la poly-L-lactique, le polylactique-glycolique et le poly-uréthane. Le principal avantage des structures synthétiques par rapport aux matériaux d'origine naturelle réside dans le fait qu'elles peuvent être caractérisées et fabriquées avec précision et avec un grand contrôle sur leurs propriétés physiques et chimiques. Des dispositifs hybrides ont également été testés comme matériaux spécifiques pour la génération de tissu musculaire (Hong et al., 2012 ; Wolf et al., 2015).

Les trois principaux types de matériaux utilisés pour la production de faisceaux de myofibres sont successivement présentés ci-dessous avant la présentation des protocoles de bio-ingénierie développés pour augmenter la maturation et la fonctionnalité du muscle squelettique modifié.

4. La bio-impression 3D, une autre stratégie pour générer des constructions fonctionnelles de tissus musculaires squelettiques

Au cours des dernières années, des techniques de bio-impression ont émergé pour produire des plate-formes 3D avec ou sans cellules. Leurs principaux avantages reposent sur leur reproductibilité, leur adéquation, leur précision mais aussi sur la capacité de bio-ingénierie de diverses constructions tissulaires fonctionnelles avec une géométrie complexe en construisant des hydrogels chargés de cellules (couche par couche) (Moroni et al., 2018). Plusieurs méthodes de microfabrication ont été développées pour générer des structures biomimétiques pouvant ressembler à des tissus musculaires à l'échelle du micron, tels que les méthodes d'électrofilage ou electrospinning, de micromoulage, de photolithographie et de lithographie douce. En bref, l'électrofilage est une méthode largement appliquée dans la synthèse de structures d'ingénierie tissulaire car elle peut à la fois contrôler la taille et la morphologie des nanofibres en ajustant les paramètres techniques et utiliser presque tous les polymères et additifs solubles (Gilbert-Honick et al., 2018 ; Soliman et al., 2018). À l'aide d'un système d'électrofilage humide, une structure composite 3D contenant un cœur de fil de nanofibre aligné a été conçu (Wang et al., 2015). Dans ce contexte, les myoblastes C2C12 ont montré un bon alignement et se sont correctement développés en formant des myotubes allongés en 3D. L'approche de micromoulage présente les avantages d'un temps de traitement court et de procédures faciles à utiliser avec la possibilité d'utiliser des élastomères pour la création de constructions tissulaires (Weinandy et al., 2014). Il a été démontré que les substrats PDMS ondulés/à motifs sinusoïdaux permettaient aux myoblastes C2C12 de former des myotubes bien alignés après 6 jours de culture. Les mêmes résultats ont été obtenus sur des microfibres d'alginate avec des sites adhésifs de protéines de la MEC à motifs (fibronectine) générés à l'aide de micromoulage et d'un système d'impression par microcontact (Patil et al., 2016). La photolithographie est un procédé permettant de transférer les caractéristiques géométriques d'un masque sur un substrat en utilisant une résine photosensible et une source lumineuse (Nakanishi et al., 2008). Lorsque les résines photosensibles sont exposées à une irradiation UV avec ou sans masque optique, les motifs sont transférés du masque optique aux matériaux, permettant la production d'échafaudages pour l'ingénierie tissulaire (Albisetti et al., 2016). La lithographie douce repose sur l'utilisation d'un tampon élastomère souple avec un micromotif dont plusieurs copies peuvent être préparées par procédé photolithographique, ce qui la rend plus pratique et moins chère que la photolithographie standard (Lindquist et al., 2012).

Les méthodes de bio-impression 3D ont été largement étudiées au cours de la dernière décennie afin de superposer des cellules musculaires vivantes et des biomatériaux couche par couche pour permettre la croissance cellulaire et les signaux cellulaires grâce à la modulation de l'interaction cellule-cellule et de l'interaction cellule-matrice (Kang et al., 2020). Ces méthodes constituent des technologies de fabrication puissantes pour l'ingénierie tissulaire car elles peuvent facilement recréer des tissus volumineux et complexes, pour doter les cellules d'un micro-environnement 3D biomimétique. Les méthodes conventionnelles peuvent être classées en trois groupes principaux de méthodes : jet d'encre, micro-extrusion et laser (Agarwala, 2016). Concernant la méthode jet d'encre, les approches les plus couramment utilisées pour imprimer de l'encre biologique sur un substrat sont les buses thermiques et piézoélectriques. La résolution des constructions imprimées peut cependant être limitée en raison du style d'injection de buse et des caractéristiques du matériau. Avec la méthode de micro-extrusion, les techniques généralement utilisées pour la dispersion des biomatériaux sur un substrat sont les distributeurs pneumatiques, à piston et à vis. La construction de grandes structures tissulaires de forme libre s'est révélée assez difficile en raison d'un problème de stabilité mécanique et de moyens d'impression inadéquats. La méthode assistée par laser a l'avantage d'être sans buse, ce qui peut éviter le colmatage observé avec les méthodes précédentes, mais est limitée par l'exigence d'une gélification d'hydrogel rapide pour obtenir des motifs imprimés à haute résolution, entraînant des débits faibles (Merceron et al., 2015). Récemment, une optimisation des encres biologiques a été opérée pour augmenter leurs propriétés physico-chimiques avant, pendant et après l'impression 3D, ce qui est apparu essentiel pour assurer le succès de la bio-impression 3D (Mredha et al., 2018). Par rapport à tous ces développements de structures tissulaires 3D à partir d'hydrogels, une structure alignée/micro-topographique in situ a récemment été produite en utilisant une MEC décellularisée (dECM) comme composant biochimique et un processus d'impression cellulaire 3D modifié. La dECM a été dérivée de la décellularisation des muscles squelettiques porcins et modifiée chimiquement par un procédé au méthacrylate pour améliorer la stabilité mécanique. Après l'ensemencement dans cette structure sans hydrogel, les myoblastes C2C12 se sont alignés et différenciés pour générer un pourcentage élevé de formation de myotubes. Un autre type d'encres biologiques à base d'ECM spécifique au tissu musculaire a été présenté pour induire efficacement la différenciation cellulaire et le développement tissulaire (Choi et al., 2016). En effet, par rapport aux constructions conventionnelles imprimées de collagène, cette nouvelle encre biologique a contribué à améliorer significativement la prolifération cellulaire, une plus grande expression des gènes myogéniques ainsi qu'une formation de myotubes plus matures caractérisée par la présence d'un motif de bande striée et d'une contraction en réponse à la stimulation électrique.

Dans l'ensemble, ces résultats ont démontré que l'utilisation d’encres biologiques avec la technologie d'impression cellulaire 3D pourrait fournir un micro-environnement myogénique et une architecture appropriée pour mimer le tissu musculaire natif.

5. Utilisation des modèles in vitro de tissus musculaires pour l'étude des animaux d'élevage et perspectives d'application

Le vieillissement affecte négativement la régénération musculaire et le potentiel des cellules souches musculaires, entraînant une paupérisation des tissus musculaires ou une sarcopénie (García-Prat, Sousa-Victor et Muñoz-Cánoves, 2013). Plusieurs études ont montré que les CS âgées présentaient des altérations fonctionnelles, parmi lesquelles la capacité à s'activer, proliférer et à se différencier (Conboy et al., 2003). Chez le Porc, une structure en hydrogel à base de Poly-Éthylène Glycol (PEG) a été utilisée pour compléter les données sur l'impact du vieillissement sur l'efficacité de la régénération tissulaire (Fuoco et al., 2014). Ainsi, des péricytes adultes dérivés de muscles squelettiques, connus pour contribuer au processus de régénération, ont été isolés à partir de jeunes porcelets et de porcs adultes (sangliers). La suspension cellulaire a été mélangée avec une solution de fibrinogène poly-éthylène glycosylé (F-PEG), ajoutée dans des moules cylindriques en silicone et placée sous une lampe UV à ondes longues pour permettre la transition du F-PEG en gel. La F-PEG a été décrite comme ayant une influence majeure sur la différenciation des progéniteurs myogéniques en fournissant un micro-environnement 3D adapté au développement des fibres musculaires. Le milieu de culture a ensuite été ajouté immédiatement aux hydrogels polymérisés pour assurer la croissance cellulaire. Les « bouchons » ont été cultivés pendant 24 h dans du milieu de croissance supplémenté en sérum puis transférés dans un milieu de différenciation appauvri en sérum pendant 5 jours afin de favoriser la formation de fibres musculaires. In vitro, les péricytes des porcs adultes avaient une morphologie et une capacité de formation de colonies similaires à celles des porcelets, mais une capacité altérée à former des myotubes et des structures de type capillaire. Fait intéressant, il a également été démontré que l'utilisation d'une structure d'hydrogel à base de PEG pour soutenir les péricytes adultes améliorait considérablement leur différenciation myogénique et leur potentiel angiogénique in vitro et in vivo, en créant une niche appropriée pour favoriser la régénération des muscles squelettiques et la croissance des vaisseaux sanguins.

Plusieurs méthodes de production de viande « cultivée » ont été proposées et différents types de cellules ont été considérées, notamment les cellules souches embryonnaires, les cellules souches pluripotentes induites, les cellules souches mésenchymateuses et les CS (Post, 2012). Pour la viande « cultivée » en 3D, les cellules sont cultivées dans des structures qui permettent la hiérarchisation cellulaire et leur développement. La structure 3D idéale devant être comestible, il n'est donc pas nécessaire de la retirer après culture. De plus, le muscle produit doit conserver une souplesse pour ne pas se détacher des myotubes en développement et favoriser la vascularisation (figure 3).

Figure 3. Principales étapes nécessaires à la production de viande « cultivée » à partir d'une biopsie animale.

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Les cellules satellites sont isolées à partir d'une biopsie musculaire animale puis ensemencées in vitro pour proliférer. Lorsqu'une quantité suffisante de myoblastes est obtenue, leur différenciation est induite. Les myotubes résultants commencent à produire des protéines pour former des myocytes fonctionnels qui peuvent ensuite être assemblés selon des procédés alimentaires connus (mélange, moulage) pour former de la viande « cultivée ». D'après Dessauge et al. (2021).

Figure 4. Processus et scénarios pour les bioprocédés à base de microcarriers (MC).

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Les MC servent de substrat temporaire pour la fixation et la prolifération des cellules et doivent donc être séparés des cellules à un certain stade du bioprocédé. Les microcarriers servent de substrat temporaire pour la prolifération cellulaire mais sont dégradés ou dissous au cours du bioprocédé. Ils sont incorporés dans le produit final et doivent donc être comestibles (d'après Post (2012) et Dessauge et al. (2021)).

Les cellules souches musculaires bovines semblent les candidats les simples et les plus appropriés à la culture de viande in vitro (figure 4). Les avantages potentiels des microcarriers (MC) à utiliser pour la production de viande peuvent être considérés selon trois scénarios différents. Dans le scénario 1, les MC sont utilisés comme substrats temporaires pour l'expansion des CS et doivent être retirés à la fin du processus. Il existe deux conditions préalables importantes dans ce cas, à savoir la nécessité pour les MC de fournir un rendement de détachement élevé et une séparation facile des cellules. Concernant le scénario 2, les MC servent également de substrat temporaire pour l'expansion des CS mais au lieu d'être séparés à la fin du processus, comme cela a été fait dans le scénario 1, ils peuvent être dégradés lors d’une étape préalable. Dans ce cas, l'étape de dissociation peut être remplacée par une étape de dégradation du MC pour obtenir une suspension cellulaire unique. Enfin, dans le scénario 3, les MC sont composés de matériaux comestibles et peuvent donc être intégrés dans le produit final. Contrairement au scénario précédent où les MC sont considérés comme des matériaux en contact avec les aliments, ils doivent être ici conformes aux réglementations pour une utilisation en tant qu'ingrédient ou additif alimentaire. En effet, en plus de favoriser la croissance cellulaire, un MC comestible pourrait également faire partie du produit final et affecter les attributs sensoriels du produit carné, tels que le goût, la couleur ou la texture. Afin de ressembler davantage au produit naturel, la société israélienne nommée MeaTech a proposé d'utiliser une technique d'impression 3D dans le but d'améliorer la texture de la viande « cultivée ».

Conclusion

La réussite des cultures 3D est considérablement dépendante de l’espèce étudiée et de la technique choisie. Dans l'ensemble, l'utilisation in vitro modèles 3D pour le tissu musculaire squelettique peut être considérée comme très intéressante dans quatre domaines d'application : i) la caractérisation approfondie des progéniteurs myogéniques dans un large éventail d'espèces, notamment le Porc, la volaille et le Poisson pour étudier la notion de diversité cellulaire résidente dans les tissus ; ii) une meilleure compréhension des dérégulations affectant les progéniteurs myogéniques chez les espèces de production et iii) la mise à disposition d'un modèle d'étude pour le processus de maturation de la viande.

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